Preview

Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии

Расширенный поиск

Результаты полногеномного секвенирования бактерий Acinetobacter baumannii, изолированных от пациентов стационаров северных регионов Тюменской области

https://doi.org/10.36233/0372-9311-231

Полный текст:

Аннотация

Введение. Важной задачей нозокомиального инфекционного контроля является установление генетического родства группы изолятов, поиск источника, повлекшего возникновение инфекции. Наиболее распространённым возбудителем инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, является Acinetobacter baumannii.

Цель. Оценить результаты полногеномного секвенирования бактерий A. baumannii, изолированных из клинических образцов пациентов, находящихся на стационарном лечении в двух медицинских организациях северных регионов Тюменской области.

Материалы и методы. Исследовано 9 изолятов A. baumannii, выделенных из клинического материала пациентов. Бактериальные культуры идентифицировали с помощью масс-спектрометрии, проводили полногеномное секвенирование, мультилокусное сиквенс-типирование, поиск маркеров антибиотикорезистентности и генов, связанных с вирулентностью. Результаты. Исследованные штаммы принадлежат к сиквенс-типам ST2 и ST187 и относятся к международному клональному комплексу CC2. У всех изолятов A. baumannii обнаружены гены бета-лактамаз, гены резистентности к аминогликозидам, группе MLS-антибиотиков (макролиды, линкосамиды и стрептограмины) и тетрациклинам, кластер генов, связанных с вирулентностью (отвечающих за синтез ацинетобактина и связывания железа, поверхностный антиген 1 и порин).

Заключение. Изоляты A. baumannii, выделенные из клинического материала пациентов медицинской организации № 1, согласно анализу однонуклеотидного полиморфизма, относятся преимущественно к одному штамму бактерий. Изоляты A. baumannii, выделенные из клинического материала пациентов медицинской организации № 2, являются близкородственными. Способность различать клинические изоляты A. baumannii на уровне нескольких однонуклеотидных полиморфизмов в геноме позволит улучшить выявление источника инфекции, а данные полногеномного секвенирования могут способствовать рациональному назначению антибиотикотерапии и коррекции дезинфекционных и антисептических мероприятий.

Введение

Важной задачей клинической микробиологии являются идентификация бактериальных изолятов и выявление взаимосвязей между ними. Для этих целей используют широкий спектр фенотипических и генотипических тестов [1][2]. С помощью этих методов внутри клинически значимых видов бактерий выделяют клональные линии — группы близкородственных бактерий, имеющих общего предка и распространяющихся на региональном или глобальном уровнях [3][4]. Целью нозокомиального инфекционного контроля является установление генетического родства группы изолятов, повлекших возникновение внутрибольничной вспышки, поиск источника, а результаты определения характеристик изолятов можно использовать для предотвращения постоянных путей передачи [5–8].

Род Acinetobacter включает сложную и гетерогенную группу бактерий, многие из которых способны вызывать оппортунистические инфекции. Среди широкого спектра возбудителей инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи (ИСМП), наиболее распространённым видом являются Acinetobacter baumannii [9]. Бактерии A. baumannii являются возбудителями пневмонии, бактериемии, хирургических раневых инфекций, инфекций мочевых путей и др. [2][5][10–12]. Согласно списку Всемирной организации здравоохранения, A. baumannii входит в число шести самых опасных бактерий для населения развитых стран (ESKAPE-патогенов) [13][14].

Источником и резервуаром инфекции A. baumannii служат инфицированные и больные люди, контаминированные предметы окружающей среды [15]. Распространение бактерий осуществляется воздушно-капельным, контактно-бытовым, гематогенным путями. A. baumannii имеет разветвлённую клональную популяционную структуру, однако всемирное распространение имеют лишь несколько генетических линий, обычно ассоциированных с высокой резистентностью к антибиотикам [16][17]. Инфекции, вызванные бактериями A. baumannii, значительно увеличивают продолжительность пребывания пациентов в стационаре, а множественная лекарственная устойчивость часто является причиной неблагоприятных клинических исходов [18–23].

В течение многих лет типирование изолятов A. baumannii при определении источника ИСМП было основано на определении отдельных участков генома [15][24]. В настоящее время в рутинной практике для исследования структуры популяции при выявлении колонизированных пациентов используется полногеномное секвенирование (WGS) [17]. Однако в молекулярной эпидемиологии для A. baumannii нет стандартизированного определения «бактериальный клон» [25]. У этих бактерий даже в естественной среде в большинстве бактериальных геномов происходит накопление мутаций, однонуклеотидные полиморфизмы (SNP) могут накапливаться со скоростью 2–10 в год. В исследовании, посвящённом определению источника ИСМП, вызванных A. baumannii, продемонстрирована минимальная генетическая диверсификация между изолятами — не более 5 SNP, причём некоторые не приобретали ни одного SNP в течение почти года. В другом исследовании был определён порог в 2,5 SNP, отличающих одного возбудителя инфекции от другого. Для установления факта нескольких случаев ИСМП необходимо доказать, что отдельные случаи инфекции вызваны одним штаммом, а не разными штаммами из одной клональной группы [8][25], что возможно только с помощью определения полной последовательности генома этиологического агента.

Цель исследования — оценить результаты WGS бактерий A. baumannii, изолированных из клинических образцов пациентов, находящихся на стационарном лечении в северных регионах Тюменской области.

Материалы и методы

Исследовано 9 изолятов A. baumannii, выделенных из клинического материала пациентов, получавших лечение в клинических стационарах севера Тюменской области (медицинские организации (МО)-1 и -2). Штаммы депонированы в Государственной коллекции патогенных микроорганизмов и клеточных культур «ГКПМ-Оболенск», их характеристика представлена в табл. 1.

Таблица 1. Характеристика изолятов A. baumannii
Table 1. Characteristics of A. baumannii isolates

Идентификацию бактериальных культур осуществляли с помощью масс-спектрометра «MALDI-TOF Biotyper» («Bruker Daltonik GmbH»). Для этого проводили экстракцию белков посредством последовательной обработки бактериальной взвеси этиловым спиртом, 70% муравьиной кислотой с последующим добавлением ацетонитрила. В качестве вещества, обеспечивающего процессы десорбции и ионизации посредством поглощения лазерного излучения, использовали MALDI-матрицу (насыщенный водный раствор α-циано-4-гидроксикоричной кислоты, содержащий 50% ацетонитрила и 2,5% трифторуксусной кислоты). Анализ проводили в автоматическом режиме. Показатель подобия варьировал от 2,44 до 2,536, что соответствует высокому уровню видовой идентификации. Проведенные исследования позволяют заключить, что исследуемые культуры были идентифицированы как A. baumannii с высокой степенью достоверности и не содержали примеси других бактериальных культур.

WGS осуществлено на платформе «Illumina MiSeq» с использованием наборов «Nextera DNA Library Preparation Kit» и «MiSeq Reagent Kits v3 (600-Cycle Kit)» согласно рекомендациям производителя. Короткие нуклеотидные прочтения (риды), полученные в результате секвенирования, размещены в базе данных NCBI SRA. Риды были собраны в контиги при помощи программы «Unicycler v0.4.7» и размещены в базе данных NCBI Genome. Номера доступов приведены в табл. 2.

Таблица 2. Данные WGS изолятов A. baumannii
Table 2. Data of Whole Genome Sequencing of A. baumannii isolates

Мультилокусное сиквенс-типирование проводили по схеме, разработанной в Институте Пастера («Пастеровская схема» включает 7 генов «домашнего хозяйства» — cpn60, fusA, gltA, pyrG, recA, rplB, rpoB), с использованием сервера MLST 2.01.

Маркеры антибиотикорезистентности и гены, связанные с вирулентностью, определяли с помощью сервера ResFinder 3.02. Проверяли наличие основных генов, связанных с резистентностью к фторхинолонам, фосфомицинам, аминогликозидам, бета-лактамам, MLS-антибиотикам, фениколам, сульфонамидам, тетрациклинам, колистину, фузидовой кислоте, триметоприму, рифампицину. Результаты верифицировали в программе «Mauve»3 и BLAST Nucleotide collection (nr/nt)4.

Филогенетическое исследование осуществляли в программе «Wombac 2.0»5, которая позволяет находить коровые SNP в нуклеотидных последовательностях и производить выравнивание этих полиморфизмов. В работе использовали полногеномные последовательности 27 штаммов A. baumannii, представителей разных клональных линий, депонированных в базе данных NCBI Genome. Для построения филогенетического дерева использовали программу «SplitsTree4»6. Попарное сравнение геномов проводили, используя контиги и короткие нуклеотидные прочтения (риды), полученные в результате секвенирования каждого штамма в программе «Wombac 2.0».

Картирование сборок геномов проводили в программе «MAUVE»7, картирование коротких нуклеотидных прочтений (ридов), полученных в результате секвенирования, на сборки геномов — в программе «Lasergene»8.

Для оценки резистентности к антимикробным препаратам бактериальную суспензию готовили по стандартной методике с оптической плотностью 0,5 по Мак-Фарланду. Резистентность к антимикробным препаратам определяли диско-диффузионным методом на среде Мюллер–Хинтон («HiMedia»), результаты анализировали в соответствии с действующими нормативными документами9. В исследование взяты диски с левофлоксацином, амикацином, цефепимом, имипенемом, меропенемом и ко-тримаксозолом (ООО «НИЦФ», Россия).

Результаты

Результаты определения сиквенс-типов бактерий A. baumannii показали, что все изоляты, выделенные в МО-1, имели профиль cpn60-2, fusA-2, gltA-2, pyrG-2, recA-2, rplB-2, rpoB-2 и отнесены к сиквенс-типу ST2. Два изолята: A. baumannii 5720 и A. baumannii 6306, выделенные в МО-2, имели такой же профиль. Профиль A. baumannii 5824 отличался от вышеперечисленных одним аллелем — rpoB-43 — и отнесён к сиквенс-типу ST187. Аллель rpoB-2 отличается от аллеля rpoB-43 только на один нуклеотид. Исследованные штаммы сиквенс-типов ST2 и ST187 относятся к международному клональному комплексу CC2. Клональный комплекс CC2 отвечает за большинство случаев ИСМП, вызванных A. baumannii [26][27].

Результаты исследования маркеров резистентности к антимикробным препаратам представлены в табл. 3. У всех изолятов обнаружены гены бета-лактамаз blaOXA-23, blaOXA-66 и blaADC-73, которые имеют 100% нуклеотидную гомологию с соответствующими генами из базы данных NCBI Genbank (blaOXA-23 AY795964, bla-oxa-66 AY750909, adc73KP881233). У изолятов, выделенных в МО-2, детектирован ген blaTEM-1D (100% гомология с геном blaTEM-1D AF188200). Определены также гены резистентности к аминогликозидам: у всех изолятов присутствуют ген armA (AY220558), отвечающий за рибосомальное метилирование, гены aph(3'')-Ib (AF024602) и aph(6)-Id (M28829), кодирующие ферменты, модифицирующие аминогликозидные антибиотики путем фосфорилирования их гидроксильных групп в присутствии АТФ в качестве ко-фактора. Дополнительно у бактерий A. baumannii, выделенных в МО-2, присутствовали гены aph(3')-Ia (X62115) и aph(3')-VIa (X07753), также кодирующие ферменты резистентности. Все изоляты содержали гены mph(E), msr(E) и tet(B), ассоциированные с резистентностью к эритромицину, стрептограмину В и тетрациклину соответственно.

Таблица 3. Сиквенс-типы и маркеры антибиотикорезистентности изолятов A. baumannii
Table 3. Sequence type and markers of antibiotic resistance of A. baumannii isolates

Полученные данные WGS о наличии генов резистентности к антимикробным препаратам амикацину, цефепиму, имепенему и меропенему подтверждаются результатами диско-диффузионного метода. У всех изолятов определена также резистентность к левофлоксацину и ко-тримаксозолу, в то время как генов резистентности к ним не обнаружено.

Наличие кластеров генов, связанных с вирулентностью, детектировано у всех изолятов A. baumannii: BauABCDE и BasCD, отвечающих за синтез ацинетобактина и связывания железа, а также гены surA1 (поверхностный антиген 1), omp33-36 (порин).

На основании анализа SNP в геномах 27 штаммов представителей разных клональных линий A. baumannii и 9 исследуемых изолятов было построено филогенетическое дерево (рисунок).

Филогенетическое древо геномов A. baumannii, построенное на основании SNP в коровых геномах.
Phylogenetic tree of A. baumannii genomes constructed on the basis of SNPs in the core genomes.

Детекция SNP учитывалась в последовательностях генома, присутствующих во всех исследуемых изолятах. При построении дендрограммы использован статистический метод NJ. Анализ дендрограммы позволяет заключить, что изоляты, выделенные в МО-1 и МО-2, филогенетически близки штаммам эпидемического клонального комплекса СС2. Количество SNP в коровых геномах различных клональных линий было около 19,0–22,5 тыс., а внутри клонального комплекса СС2 варьировалось от 3289 до 0. Изоляты, выделенные в МО-1, образовали одну ветвь с близкородственным штаммом AC29, выделенным от человека в Малайзии в 2011 г.

Попарное сравнение штамма AC29 выявило разницу в 14 SNP между изолятами 4489, 4533, 4534, 4586, 4407 и в 15 SNP — с 4554. Сравнение изолятов 4489, 4533, 4534, 4586 и 4407 не выявило ни одного SNP, что свидетельствует о принадлежности их к одному штамму, изолят 4554 отличался от них на 1 SNP.

Изоляты бактерий A. baumannii, выделенные в МО-2, образовали отдельную ветвь. Попарное сравнение этих изолятов с изолятами, выделенными в МО-1, и штаммом AC29 детектировало от 980 до 990 SNP. Отличие изолята 5720 от изолятов 5824 и 6306 составило 51 SNP и 37 SNP соответственно, между изолятами 5824 и 6306 — 30 SNP. Штамм бактерий A. baumannii 5720, содержащий маркеры резистентности к антимикробным препаратам: аминогликозидам (aph(3'')-Ib; aph(6)-Id; aph(3')Ia; aph(3')-Via; armA), бета-лактамам (blaOXA-23, blaOXA-66, bla ADC-73, blaTEM-ID), MLS-антибиотикам (mrs, mph), сульфонамиду (sul2), тетрациклину (tet(B)), взят в основу изобретения10.

Известно, что бактерии A. baumannii относительно часто характеризуются горизонтальным переносом генов. Поэтому для определения генетической идентичности изолятов необходимо сравнивать не только коровый, но и дополнительный геном. Использование только количественной оценки SNP геномов может привести к неправильным выводам вследствие наличия различных участков дополнительного генома.

Для изолятов A. baumannii, выделенных в МО-1, выполнено отдельное попарное сравнение коротких нуклеотидных прочтений (ридов) со сборками контигов для исключения ошибок. Сравнение показало, что у данных изолятов отсутствуют отличия в последовательности ДНК размером в 1 нуклеотид. Для определения наличия индивидуальных нуклеотидных последовательностей, которые могут присутствовать в одном или нескольких штаммах, выполнялось картирование сборок геномов и картирование ридов на сборке геномов в программе «Lasergene». При выполнении этой работы дополнительных участков генома не выявлено.

Для изолятов, выделенных в МО-2, также выполнено отдельное попарное сравнение коротких нуклеотидных прочтений (ридов) со сборками контигов для исключения ошибок. Отличие изолята 5720 от изолятов 5824 и 6306 составило 63 и 43 SNP соответственно, между изолятами 5824 и 6306 детектировано 22 SNP. У изолятов бактерий 5720 и 5824 выявлены 2 участка генома, отсутствующие у 6306, размером 13 и 20 т.п.н.

Обсуждение

Молекулярно-генетический анализ геномов изолятов A. baumannii, выделенных из клинического материала пациентов, получавших лечение в клинических стационарах севера Тюменской области, показал их принадлежность к клональному комплексу CC2, отвечающему за большинство случаев ИСМП. Циркуляция штаммов этого клонального комплекса, являющегося самым крупным и наиболее широко распространённым, выявлена в 34 странах на 5 континентах, в том числе во многих европейских странах [17].

Мультилокусное сиквенс-типирование является распространённым молекулярно-биологическим методом, широко используемым для определения клональных линий штаммов А. baumannii при расследовании случаев инфекции, в том числе ИСМП. WGS даёт дополнительное понимание эволюционного процесса внутри группы изолятов, потенциальной вирулентности и антибиотикорезистентности. Анализ SNP генома обеспечивает определение корреляции между эпидемиологически связанными изолятами. По данным WGS можно провести дискриминацию близкородственных штаммов и верифицировать их как клоны одного штамма или установить их индивидуальность.

Исходя из полученных данных, изоляты A. baumannii, выделенные из клинического материала пациентов МО-1, можно отнести к одному штамму, т.к. попарное сравнение не выявило ни одного SNP, а при картировании геномов не обнаружено индивидуальных участков генома. Изоляты A. baumannii, выделенные из клинического материала пациентов МО-2, являются близкородственными и отличаются друг от друга более 20 SNP, изолят 5824 относится к другому сиквенс-типу. У изолята 6306 отсутствуют 2 участка генома, имеющиеся у изолятов 5720 и 5824.

Несмотря на то, что все исследованные изоляты относятся к одному клональному комплексу и одному сиквенс-типу (кроме 5824), штаммы A. baumannii образуют две отдельные филогенетические линии, отличающиеся на 980 до 990 SNP.

Проведение WGS для определения источника ИСМП бактериальной этиологии становится всё более доступным, но для правильной оценки количества SNP при определении дистанции между геномами необходимо учитывать несколько нюансов. Поскольку в процессе сборки de novo отфильтровывается большинство неспецифических и некачественных единичных прочтений, могут быть ошибки, такие как пропуск некоторых участков или погрешности в повторяющихся геномных областях, различающихся небольшим количеством SNP. Для предотвращения искажения результатов необходимо верифицировать результаты не только сравнения сборок генома, но и «сырых ридов». Учитывая характерные для штаммов A. baumannii горизонтальный перенос генов и подверженность генетической рекомбинации [28], необходимо разделять эти перестройки генома с вероятными «потерями» участков нуклеотидной последовательности в результате некорректной сборки или низкого покрытия генома, полученного в результате WGS.

WGS обладает достаточным потенциалом для подтверждения близкородственных бактериальных штаммов. Способность различать клинические изоляты A. baumannii на уровне нескольких SNP в геноме позволит улучшить выявление источника инфекции, путей и факторов его передачи, а также выявить ранее неопознанных колонизированных пациентов или персонал. Данные WGS могут способствовать рациональному назначению антибиотикотерапии, коррекции дезинфекционных и антисептических процедур.

1. URL: https://cge.cbs.dtu.dk/services/MLST

2. URL: https://cge.cbs.dtu.dk/services/resfinder

3. URL: http://gel.ahabs.wisc.edu/mauve

4. URL: http://blast.ncbi.nlm.nih.gov

5. URL: http://www.bioinformatics.net.au/software.wombac.shtml

6. URL: http://www.splitstree.org

7. URL: http://darlinglab.org/mauve/mauve.html

8. URL: https://www.dnastar.com/software/genomics

9. Клинические рекомендации «Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам». Версия — 2018-03. URL: https://www.antibiotic.ru/files/321/clrecdsma2018. pdf; МУК 4.2.1890–04 МУК 4.2.1890-04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам». URL: https://docs.cntd.ru/document/1200038583

10. Патент РФ на изобретение № 2711922 «Мультирезистентный штамм бактерий Acinetobacter baumannii для стандартизации оценки эффективности разрабатываемых антимикробных препаратов и дезинфицирующих средств», 23.01.2020.

Список литературы

1. Янович Ю.А., Рачина С.А., Сухорукова М.В., Савочкина Ю.А., Вацик М.В., Петров А.А. Нозокомиальная пневмония у взрослых: структура возбудителей и новые возможности этиологической диагностики. Фарматека. 2019; 26(5): 39–46. https://doi.org/10.18565/pharmateca.2019.5.39-46

2. Costa D.M., Johani K., Melo D.S., Lopes L.K.O., Lopes Lima L.K.O., Tipple A.F.V., et al. Biofilm contamination of hightouched surfaces in intensive care units: epidemiology and potential impacts. Lett. Appl. Microbiol. 2019; 68(4): 269–76. https://doi.org/10.1111/lam.13127

3. Чеботарь И.В., Лазарева А.В., Масалов Я.К., Михайлович В.М., Маянский Н.А. Acinetobacter: микробиологические, патогенетические и резистентные свойства. Вестник Российской академии медицинских наук. 2014; 69(9-10): 39–50. https://doi.org/10.15690/vramn.v69i9-10.1130

4. Oliveira R.A., Mancero J.M.P., Faria D.F., Poveda V.B. A retrospective cohort study of risk factors for surgical site infection following liver transplantation. Prog. Transplant. 2019; 29(2): 144–9. https://doi.org/10.1177/1526924819835831

5. Тапальский Д.В., Бонда Н.А. Acinetobacter baumannii: распространенность, спектр и динамика антибиотикорезистентности, чувствительность к комбинациям антибиотиков. Журнал Гродненского государственного медицинского университета. 2018; 16(3): 286–91. https://doi.org/10.25298/2221-8985-201816-3-286-291

6. Брусина Е.Б., Зуева Л.П., Ковалишена О.В., Стасенко В.Л., Фельдблюм И.В., Брико Н.И. и др. Инфекции, связанные с оказанием медицинской помощи: современная доктрина профилактики. Часть 2. Основные положения. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2018; 17(6): 4–10. https://doi.org/10.31631/2073-3046-2018-17-4-10

7. Lemos E.V., de la Hoz F.P., Einarson T.R., McGhan W.F., Quevedo E., Castañeda C., et al. Carbapenem resistance and mortality in patients with Acinetobacter baumannii infection: systematic review and meta-analysis. Clin. Microbiol. Infect. 2014; 20(5): 416–23. https://doi.org/10.1111/1469-0691.12363

8. Tomczyk S., Zanichelli V., Grayson M.L., Twyman A., Abbas M., Pires D., et al. Control of carbapenem-resistant Entero bacteriaceae, Acinetobacter baumannii, and Pseudomonas aeruginosa in healthcare facilities: a systematic review and reanalysis of quasi-experimental studies. Clin. Infect. Dis. 2019; 68(5): 873–84. https://doi.org/10.1093/cid/ciy752

9. Cheng V.C.C., Wong S.C., Chen J.H.K., So S.Y.C., Wong S.C.Y., Ho P.L., et al. Control of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii in Hong Kong: role of environmental surveillance in communal areas after a hospital outbreak. Am. J. Infect. Control. 2018; 46(1): 60–6. https://doi.org/10.1016/j.ajic.2017.07.010

10. Лавриненко А.В. Вирулентный Acinetobacter baumannii. Медицина и экология. 2019; (3): 24–9.

11. Kim S.Y., Park J.S., Hong Y.J., Kim T.S., Hong K., Song K.H., et al. Microarray-based nucleic acid assay and MALDI-TOF MS analysis for the detection of gram-negative bacteria in direct blood cultures. Am. J. Clin. Pathol. 2019; 151(2): 143–53. https://doi.org/10.1093/ajcp/aqy118

12. Козлова НАУЧНЫЙ СОТРУДНИК, Баранцевич Н.Е., Баранцевич Е.П. Антибиотикорезистентность возбудителей гнойно-септических инфекций в многопрофильном стационаре. Проблемы медицинской микологии. 2018; 20(1): 40–8. https://doi.org/10.15989/2220-9619-2018-1-99-84

13. Boucher H.W., Talbot G.H., Bradley J.S., Edwards J.E., Gilbert D., Rice L.B., et al. Bad bugs, no drugs: no ESKAPE! An update from the Infectious Diseases Society of America. Clin. Infect. Dis. 2009; 48(1): 1–12. https://doi.org/10.1086/595011

14. Leäo A.C., Menezes P.R., Oliveira M.S., Levin A.S. Acinetobacter spp. are associated with a higher mortality in intensive care patients with bacteremia: a survival analysis. BMC Infect. Dis. 2016; 16: 386. https://doi.org/10.1186/s12879-016-1695-8

15. Elkhatib W.F., Khalil M.A.F., Ashour H.M. Integrons and antiseptic resistance genes mediate resistance of Acinetobacter baumannii and Pseudomonas aeruginosa isolates from intensive care unit patients with wound infections. Curr. Mol. Med. 2019; 19(4): 286–93. https://doi.org/10.2174/1566524019666190321113008

16. Скурихина Ю.Е., Туркутюков В.Б. Микробиологические и молекулярно-генетические аспекты антибиотикорезистентности Pseudomonas aeruginosa и Acinetobacter baumannii. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2019; 18(6): 34–8. https://doi.org/10.31631/2073-3046-2019-18-6-34-38

17. Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Тимохова А.В., Шек Е.А. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Acinetobacter spp. в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН в 2011– 2012 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2014; 16(4): 266–72. https://doi.org/10.36488/ cmac.2019.2.147-159

18. Melsen W.G., Rovers M.M., Koeman M., Bonten M.J. Estimating the attributable mortality of ventilator-associated pneumonia from randomized prevention studies. Crit. Care Med. 2011; 39(12): 2736–42. https://doi.org/10.1097/CCM.0b013e3182281f33

19. Kalil A.C., Metersky M.L., Klompas M., Muscedere J., Sweeney D.A., Palmer L.B., et al. Management of adults with hospital-acquired and ventilator-associated pneumonia: 2016 clinical practice guidelines by the infectious diseases society of America and the American thoracic society. Clin. Inf. Dis. 2016; 63(5): e61–e111. https://doi.org/10.1093/cid/ciw353

20. Barbier F., Andremont A., Wolff M., Bouadma L. Hospitalacquired pneumonia and ventilator-associated pneumonia: recent advances in epidemiology and management. Curr. Opin. Pulm. Med. 2013; 19(3): 216–28. https://doi.org/10.1097/mcp.0b013e32835f27be

21. Дмитриева Н.В., Эйдельштейн М.В., Агинова В.В., Григорьевская З.В., Петухова И.Н., Терещенко И.В. и др. Инфекции, вызванные Acinetobacter baumannii, у онкологических больных. Сибирский онкологический журнал. 2019; 18(3): 26–33. https://doi.org/10.21294/1814-4861-2019-18-3-26-33

22. Munier A.L., Biard L., Legrand M., Rousseau C., Lafaurie M., Donay J.L., et al. Incidence, risk factors and outcome of multidrug resistant Acinetobacter baumannii nosocomial infections during an outbreak in a burn unit. Int. J. Infect. Dis. 2019; 79: 179–84. https://doi.org/10.1016/j.ijid.2018.11.371

23. Zhou H., Yao Y., Zhu B., Ren D., Yang Q., Fu Y., et al. Risk factors for acquisition and mortality of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii bacteremia: A retrospective study from a Chinese hospital. Medicine (Baltimore). 2019; 98(13): e14937. https://doi.org/10.1097/MD.0000000000014937

24. Amudhan M.S., Sekar U., Kamalanathan A., Balaraman S. BlaIMP and blaVIM mediated carbapenem resistance in Pseudomonas and Acinetobacter species in India. J. Infect. Dev. Ctries. 2012; 6(11): 959–62. https://doi.org/10.3855/jidc.2268

25. Vijayakumar S., Veeraraghavan B., Pragasam A.K., Bakthavachalam Y.D. Genotyping of Acinetobacter baumannii in nosocomial outbreak and surveillance. Methods Mol. Biol. 2019; 1946: 17-22. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9118-1_2

26. Nemec A., Dijkshoorn L., Reijden T.J. Long-term predominance of two pan-European clones among multi-resistant Acinetobacter baumannii strains in the Czech Republic. J. Med. Microbiol. 2004; 53(Pt. 2): 147–53. https://doi.org/10.1099/jmm.0.05445-0

27. Van Dessel Н., Dijkshoorn L., van der Reijden Т., Bakker N., Paauw A., van den Broek P., et al. Identification of a new geographically widespread multiresistant Acinetobacter baumannii clone from European hospitals. Res. Microbiol. 2004; 155(2): 105–12. https://doi.org/10.1016/j.resmic.2003.10.003

28. Хрульнова С.А., Коробова А.Г., Федорова А.В., Фролова И.Н., Клясова Г.А. Изменение клонального состава карбапенем-нечувствительных изолятов Acinetobacter bauma nnii, выделенных из крови больных опухолями системы крови. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2020; 38(3): 120–7. https://doi.org/10.17116/molgen202038031120


Об авторах

Л. В. Катаева
Тюменский научно-исследовательский институт краевой инфекционной патологии Роспотребнадзора
Россия

Катаева Любовь Владимировна — доктор медицинских наук, ведущий научный сотрудник, зав. бактериологической лабораторией Тюменского НИИ краевой инфекционной патологии.

Тюмень



О. Н. Колотова
Тюменский научно-исследовательский институт краевой инфекционной патологии Роспотребнадзора
Россия

Колотова Ольга Николаевна — младший научный сотрудник бактериологической лаборатории Тюменского НИИ краевой инфекционной патологии.

Тюмень



Т. Ф. Степанова
Тюменский научно-исследовательский институт краевой инфекционной патологии Роспотребнадзора
Россия

Степанова Татьяна Федоровна — доктор медицинских наук, профессор, директор Тюменского НИИ краевой инфекционной патологии.

Тюмень



А. А. Кисличкина
Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии Роспотребнадзора
Россия

Кисличкина Ангелина Александровна — кандидат биологических наук, старший научный сотрудник отдела коллекционных культур ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии.

Оболенск



Л. А. Шишкина
Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии Роспотребнадзора
Россия

Шишкина Лидия Александровна — кандидат биологических наук, младший научный сотрудник отдела коллекционных культур ФБУН ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии.

Оболенск



Т. Н. Мухина
Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии Роспотребнадзора
Россия

Мухина Татьяна Николаевна — кандидат биологических наук, старший научный сотрудник отдела коллекционных культур ФБУН ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии.

Оболенск



Рецензия

Просмотров: 108


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0372-9311 (Print)
ISSN 2686-7613 (Online)