Preview

Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии

Расширенный поиск

Молекулярные детерминанты резистентности Salmonella enterica к антибиотикам

https://doi.org/10.36233/0372-9311-140

Полный текст:

Аннотация

Нетифоидные штаммы Salmonella enterica представляют большую опасность для здоровья человека. Проблема сальмонеллёзов осложняется прогрессирующим распространением нечувствительности к антибиотикам среди клинических и сельскохозяйственных штаммов S. enterica. Настоящий обзор литературы обобщает современные сведения о механизмах устойчивости S. enterica к антибиотикам и иллюстрирует многообразие и сложность молекулярных систем, обеспечивающих антибиотикорезистентность (АР) у S. enterica. Описан спектр природной резистентности и тщательно охарактеризованы адаптивные (приобретённые) механизмы устойчивости к представителям основных классов антибиотиков, включая β-лактамы, фторхинолоны, аминогликозиды, тетрациклины, нитрофураны, сульфонамиды, фосфомицин, хлорамфеникол (левомицетин) и полимиксины (колистин). Перечислены генетические детерминанты резистентности, передающиеся горизонтальным путём. В обзоре проанализированы только те варианты молекулярных механизмов АР, клиническая значимость которых была доказана комплексом корректных генетических (секвенирование) и биохимических (подтверждение спектра гидролизируемых β-лактамов) исследований. Описаны общие характеристики устойчивости к антибиотикам у нетифоидных сальмонелл. У многих штаммов S. enterica наблюдаются сочетание различных механизмов АР и множественная резистентность. Поднят вопрос о неоднородности распространения резистентности среди различных групп/серотипов внутри вида S. enterica. В частности, некоторые клональные комплексы с признаками резистентности оказываются более успешными патогенами человека и животных. Сальмонеллы, как и большинство других бактерий, демонстрируют неканонический вид устойчивости к антибиотикам — биоплёночную резистентность, которая реализуется за счёт нескольких механизмов, главными из которых являются фильтрующая/сорбционная способность биоплёночного матрикса и трансформация биоплёночных клеток в дормантные и персистирующие формы.
Несмотря на то что функциональная значимость молекулярных ансамблей, определяющих устойчивость к антибиотикам, однотипна для всех энтеробактерий, конкретизация механизмов резистентности у сальмонелл является необходимым звеном для разработки молекулярно-диагностических систем оценки чувствительности сальмонелл к антимикробным препаратам.

Об авторах

А. С. Павлова
ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора
Россия

Павлова Анастасия Сергеевна - м.н.с. лаб. молекулярной диагностики и эпидемиологии кишечных инфекций

Москва



Ю. А. Бочарова
Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова
Россия

Бочарова Юлия Александровна - к.м.н., с.н.с. лаб. молекулярной микробиологии

Москва



К. В. Кулешов
ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора
Россия

Кулешов Константин Валерьевич - к.б.н., с.н.с. лаб. молекулярной диагностики и эпидемиологии кишечных инфекций

Москва



А. Т. Подколзин
ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора
Россия

Подколзин Александр Тихонович - д.м.н., зам. директора по эпидемиологии

Москва



И. В. Чеботарь
Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова
Россия

Чеботарь Игорь Викторович - д.м.н., зав. лаб. молекулярной микробиологии

Москва



Список литературы

1. Scallan E., Hoekstra R.M., Angulo F.J., Tauxe R.V., Widdowson M.A., Roy S.L., et al. Foodborne illness acquired in the United States — major pathogens. Emerg. Infect. Dis. 2011; 17(1): 7–15. https://doi.org/10.3201/eid1701.p11101

2. The European Union one health 2018 zoonoses report. EFSA J. 2019; 17(12): e05926. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2019.5926

3. Dhanoa A., Fatt Q.K. Non-typhoidal Salmonella bacteraemia: epidemiology, clinical characteristics and its' association with severe immunosuppression. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2009; 8: 15. https://doi.org/10.1186/1476-0711-8-15

4. Van Boeckel T.P., Brower C., Gilbert M., Grenfell B.T., Levin S.A., Robinson T.P., et al. Global trends in antimicrobial use in food animals. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015; 112(18): 5649–54. https://doi.org/10.1073/pnas.1503141112

5. Economou V., Gousia P. Agriculture and food animals as a source of antimicrobial-reistant bacteria. Infect. Drug. Resist. 2015; 8: 49–61. http://doi.org/10.2147/IDR.S55778

6. Chen H.M., Wang Y., Su L.H., Chiu C.H. Nontyphoid Salmonella infection: microbiology, clinical features, and antimicrobial therapy. Pediatr. Neonatol. 2013; 54(3): 147–52. http://doi.org/10.1016/j.pedneo.2013.01.010

7. Страчунский Л.С., Белоусов Ю.В., Козлов С.Н. Практическое руководство по антиинфекционной химиотерапии. Смоленск: МакМаХ; 2007.

8. Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Кончакова Е.Д., Лазарева А.В., Чистякова В.П. Антибиотикорезистентность биоплёночных бактерий. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2012; 14(1): 51–8.

9. Чеботарь И.В., Бочарова Ю.А., Гурьев А.С., Маянский Н.А. Стратегии выживания бактерий в условиях контакта с антибиотиками. Клиническая лабораторная диагностика. 2020; 65(2): 116–21. https://doi.org/10.18821/0869-2084-2020-65-2-116-121

10. Uddin M.J., Ahn J. Characterization of β-lactamase-and efflux pump-mediated multiple antibiotic resistance in Salmonella typhimurium. Food Sci. Biotechnol. 2018; 27(3): 921–8. https://doi.org/10.1007/s10068-018-0317-1

11. Fernández J., Guerra B., Rodicio M.R. Resistance to carbapenems in non-typhoidal Samonella enterica serovars from humans, animals and food. Vet. Sci. 2018; 5(2): 40. https://doi.org/10.3390/vetsci5020040

12. Hu W.S., Lin J.F., Lin Y.H., Chang H.Y. Outer membrane protein STM3031 (Ail/OmpX-like protein) plays a key role in the ceftriaxone resistance of Salmonella enterica serovar Typhimurium. Agents Chemother. 2009; 53(8): 3248–55. https://doi.org/10.1128/AAC.00079-09

13. Nikaido H., Basina M., Nguyen V.Y., Rosenberg E.Y. Multidrug efflux pump AcrAB of Salmonella typhimurium excretes only those β-lactam antibiotics containing lipophilic side chains. J. Bacteriol. 1998; 180(17): 4686–92. https://doi.org/10.1128/jb.180.17.4686-4692.1998

14. Saw H.T.H., Webber M.A., Mushtaq S., Woodford N., Piddock L.J.V. Inactivation or inhibition of AcrAB-TolC increases resistance of carbapenemase-producing Enterobacteriaceae to carbapenems. J. Antimicrob. Chemother. 2016; 71(6): 1510–9. https://doi.org/10.1093/jac/dkw028

15. Tate H., Folster J.P., Hsu C.H., Chen J., Hoffmann M., Li C., et al. Comparative analysis of extended-spectrum-β-lactamase CTX-M-65-producing Salmonella enterica serovar Infantis isolates from humans, food animals, and retail chickens in the United States. Antimicrob. Agents Chemother. 2017; 61(7): e00488-17. http://doi.org/10.1128/AAC.00488-17

16. Miriagou V., Tzouvelekis L.S., Rossiter S., Tzelepi E., Angulo F.J., Whichard J.M. Imipenem resistance in a Salmonella clinical strain due to plasmid-mediated class A carbapenemase KPC-2. Atimicrob. Agents Chemother. 2003; 47(4): 1297–300. http://doi.org/10.1128/AAC.47.4.1297-1300.2003

17. Carroll L.M., Wiedmann M., den Bakker H., Siler J., Warchocki S., Kent D., et al. Whole-genome sequencing of drug-resistant Salmonella enterica isolates from dairy cattle and humans in New York and Washington states reveals source and geographic associations. Appl. Environ. Microbiol. 2017; 83(12): e00140-17. https://doi.org/10.1128/AEM.00140-17

18. Yates C., Amyes S. Extended-spectrum β-lactamases in non-typhoidal Salmonella spp. isolated in the UK are now a reality: why the late arrival? J. Antimicrob Chemother. 2005; 56(2): 262–4. https://doi.org/10.1093/jac/dki237

19. Usha G., Chunderika M., Prashini M., Willem S.A., Yusuf E.S. Characterization of extended-spectrum β-lactamases in Salmonella spp. at a tertiary hospital in Durban, South Africa. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2008; 62(1): 86–91. http://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2008.04.014

20. Fischer J., Schmoger S., Jahn S., Helmuth R., Guerra B. NDM-1 carbapenemase-producing Salmonella enterica subsp. enterica serovar Corvallis isolated from a wild bird in Germany. J. Antimicrob. Chemother. 2013; 68(12): 2954–6. https://doi.org/10.1093/jac/dkt260

21. Ambler R.P. The structure of β-lactamases. Philos. Trans R. Soc. Lond. 1980; 289: 321–31. https://doi.org/10.1098/rstb.1980.0049

22. Sun S., Selmer M., Andersson D.I. Resistance to β-lactam antibiotics conferred by point mutations in penicillin-binding proteins PBP3, PBP4 and PBP6 in Salmonella enterica. PLoS One. 2014; 9(5): e97202. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0097202

23. Vidovic S., An R., Rendahl A. Molecular and physiological characterization of fluoroquinolone-highly resistant Salmonella enteritidis strains. Front. Microbiol. 2019; 10: 729. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00729

24. Andersen J., He G.X., Kakarla P., Ranjana K.C.R., Kumar S., Lakra W.S., et al. Multidrug efflux pumps from Enterobacteriaceae, Vibrio cholerae and Staphylococcus aureus bacterial food pathogens. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2015; 12(2): 1487–547. https://doi.org/10.3390/ijerph120201487

25. Cuypers W.L., Jacob J., Wong V., Klemm E.J., Deborggraeve S., Puyvelde S.V. Fluoroquinolone resistance in Salmonella: insights by whole-genome sequencing. Microb. Genom. 2018; 4(7): e000195. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000195

26. Magalhães M.L., Vetting M.W., Gao F., Freiburger L., Auclair K., Blanchard J.S. Kinetic and structural analysis of bisubstrate inhibition of the Salmonella enterica aminoglycoside 6‘-N-acetyltransferase. Biochemistry. 2008; 47(2): 579–84. https://doi.org/10.1021/bi701957c

27. Woegerbauer M., Zeinzinger J., Springer B., Hufnagl P., Indra A., Korschineck I., et al. Prevalence of the aminoglycoside phosphotransferase genes aph (3′)-IIIa and aph (3′)-IIa in Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella enterica subsp. enterica and Staphylococcus aureus isolates in Austria. J. Med. Microbiol. 2014; 63(2): 210–7. https://doi.org/10.1099/jmm.0.065789-0

28. Wachino J.I., Arakawa Y. Exogenously acquired 16S rRNA methyltransferases found in aminoglycoside-resistant pathogenic Gram-negative bacteria: an update. Drug Resist. Updat. 2012; 15(3): 133–48. https://doi.org/10.1016/j.drup.2012.05.001

29. Mikheil D.M., Shippy D.C., Eakley N.M., Okwumabua O.E., Fadl A.A. Deletion of gene encoding methyltransferase (gidB) confers high-level antimicrobial resistance in Salmonella. J. Antibiot. 2012; 65(4): 185–92. https://doi.org/10.1038/ja.2012.5

30. Roberts M.C. Tetracycline resistance determinants: mechanisms of action, regulation of expression, genetic mobility, and distribution. FEMS Microbiol. Rev. 1996; 19(1): 1–24. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.1996.tb00251.x

31. Nishino K., Latifi T., Groisman E.A. Virulence and drug resistance roles of multidrug efflux systems of Salmonella enterica serovar Typhimurium. Mol. Microbiol. 2006; 59(1): 126–41. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.04940.x

32. Chopra I., Roberts M. Tetracycline antibiotics: mode of action, applications, molecular biology, and epidemiology of bacterial resistance. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001; 65(2): 232–60. https://doi.org/10.1128/MMBR.65.2.232-260.2001

33. Toro C.S., Lobos S.R., Calderon I., Rodríguez M., Mora G.C. Clinical isolate of a porinless Salmonella typhi resistant to high levels of chloramphenicol. Antimicrob. Agents Chemother. 1990; 34(9): 1715–9. https://doi.org/10.1128/AAC.34.9.1715

34. Schwarz S., Kehrenberg C., Doublet B., Cloeckaert A. Molecular basis of bacterial resistance to chloramphenicol and florfenicol. FEMS Microbiol. Rev. 2004; 28(5): 519–42. https://doi.org/10.1016/j.femsre.2004.04.001

35. Khatoon A., Malik H.M.T., Aurongzeb M., Raza S.A., Karim A. Draft genome of a macrolide resistant XDR Salmonella enterica serovar Paratyphi A strain using a shotgun sequencing approach. J. Glob. Antimicrob. Resist. 2019; 19: 129–31. https://doi.org/10.1016/j.jgar.2019.09.001

36. Island M.D., Wei B.Y., Kadner R.J. Structure and function of the uhp genes for the sugar phosphate transport system in Escherichia coli and Salmonella typhimurium. J. Bacteriol. 1992; 174(9): 2754–62. https://doi.org/10.1128/jb.174.9.2754-2762.1992

37. Rehman M.A., Yin X., Persaud-Lachhman M.G., Diarra M.S. First detection of a fosfomycin resistance gene, fosA7, in Salmonella enterica serovar Heidelberg isolated from broiler chickens. Antimicrob. Agents Chemother. 2017; 61(8): e00410-17. https://doi.org/10.1128/AAC.00410-17

38. García V., Montero I., Bances M., Rodicio R., Rodicio M.R. Incidence and genetic bases of nitrofurantoin resistance in clinical isolates of two successful multidrug-resistant clones of Salmonella enterica serovar typhimurium: pandemic “DT 104” and pUO-StVR2. Microb. Drug Resist. 2017; 23(4): 405–12. https://doi.org/10.1089/mdr.2016.0227

39. Matayoshi M., Kitano T., Sasaki T., Nakamura M. Resistance phenotypes and genotypes among multiple-antimicrobialresistant Salmonella enterica subspecies enterica serovar Choleraesuis strains isolated between 2008 and 2012 from slaughter pigs in Okinawa Prfecture, Japan. J. Vet. Med. Sci. 2015; 77(6): 705–10. https://doi.org/10.1292/jvms.14-0683

40. Sun S., Negrea A., Rhen M., Andersson D.I. Genetic analysis of colistin resistance in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Antimicrob. Agents Chemother. 2009; 53(6): 2298–305. https://doi.org/10.1128/AAC.01016-08

41. Lima T., Domingues S., Da Silva G.J. Plasmid-mediated colistin resistance in Salmonella enterica: A review. Microorganisms. 2019; 7(2): 55. https://doi.org/10.3390/microorganisms7020055

42. Agerso Y., Torpdahl M., Zachariasen C., Seyfarth A., Hammerum A.M., Nielsen E.M. Tentative colistin epidemiological cutoff value for Salmonella spp. Foodborne Pathog. Dis. 2012; 9(4): 367–9. https://doi.org/10.1089/fpd.2011.1015

43. Ricci V., Zhang D., Teale C., Piddock L.J.V. The O-antigen epitope governs susceptibility to Colistin in Salmonella enterica. mBio. 2020; 11(1): e02831-19. https://doi.org/10.1128/mBio.02831-19

44. Ahmer B.M.M. Cell-to-cell signalling in Escherichia coli and Salmonella enterica. Mol. Microbiol. 2004; 52(4): 933–45. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2004.04054.x

45. McDermott P.F., Zhao S., Tate H. Antimicrobial resistance in nontyphoidal Salmonella. Microbiol. Spectrum. 2018; 6(4): ARBA-0014-2017. https://doi.org/10.1128/microbiolspec.ARBA-0014-2017

46. Le Hello S., Hendriksen R.S., Doublet B., Fisher I., Nielsen E., Whichard J.M., et al. International spread of an epidemic population of Salmonella enterica serotype Kentucky ST198 resistant to ciprofloxacin. J. Infect. Dis. 2011; 204(5): 675–84. https://doi.org/10.1093/infdis/jir409

47. Cadena M., Kelman T., Marco M.L., Pitesky M. Understanding antimicrobial resistance (AMR) profiles of Salmonella biofilm and Planktonic bacteria challenged with disinfectants commonly used during poultry processing. Foods. 2019; 8(7): 275. https://doi.org/10.3390/foods8070275

48. Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Маянский Н.А. Матрикс микробных биопленок. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2016; 18(1): 9–19.

49. von Wintersdorff C.J.H., Penders J., van Niekerk J.M., Mills N.D., Majumder S., van Alphen L.B., et al. Dissemination of antimicrobial resistance in microbial ecosystems through horizontal gene transfer. Front. Microbiol. 2016; 7: 173. https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00173

50. Bertram J., Strätz M., Dürre P. Natural transfer of conjugative transposon Tn916 between gram-positive and gram-negative bacteria. J. Bacteriol. 1991; 173: 443–8. https://doi.org/10.1128/jb.173.2.443-448.1991

51. Chen C.Y., Nace G.W., Solow B., Fratamico P. Complete nucleotide sequences of 84.5-and 3.2-kb plasmids in the multiantibiotic resistant Salmonella enterica serovar Typhimurium U302 strain G8430. Plasmid. 2007; 57: 29–43. https://doi.org/10.1016/j.plasmid.2006.05.005

52. Michael G.B., Freitag C., Wendlandt S., Christopher Eidam C., Feßler A.T., Lopes G.V., et al. Emerging issues in antimicrobial resistance of bacteria from food-producing animals. Future Microbiol. 2015; 10(3): 427–43. https://doi.org/10.2217/FMB.14.93


Рецензия

Просмотров: 175


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0372-9311 (Print)
ISSN 2686-7613 (Online)