Журналов:     Статей:        

Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2021; 98: 434-439

Оценка способности холерных вибрионов формировать биоплёнку на поверхности хитинового панциря речного рака

Меньшикова Е. А., Курбатова Е. М., Водопьянов С. О., Писанов Р. В., Титова С. В.

https://doi.org/10.36233/0372-9311-99

Аннотация

Введение. Большинство бактерий существуют в природных экосистемах не в виде свободно плавающих клеток; а в виде прикреплённых к субстрату биоплёнок. Одним из наиболее экологически важных субстратов является хитин. Vibrio cholerae; как и большинство представителей семейства Vibrionaceae; обладают хитинолитическим комплексом и могут разлагать хитин. Способность V. cholerae образовывать биоплёнку на хитиновых субстратах может объяснить механизм формирования экологической ниши для сохранения и переноса возбудителя в новые регионы с вероятностью формирования новых очагов холеры.

Цель работы — методом ПЦР в режиме реального времени определить способность V. cholerae формировать биоплёнку на хитиновом панцире речного рака (Astacus astacus).

Материалы и методы. Проведён сравнительный анализ сроков образования биоплёнки V. cholerae различных серогрупп и токсигенности.

Результаты. Установлено; что V. cholerae независимо от серогруппы и токсигенности способны образовывать биоплёнку; однако токсигенные штаммы tсpA+ обладают большей интенсивностью биоплёнкообразования; чем нетоксигенные; у которых ген tсpA отсутствует.

Список литературы

1. Чернявский В.И. Бактериальные биопленки и инфекции (лекция). Аннали Мечниковського Інституту. 2013; (1): 86–90. Available at: http://www.imiamn.org.ua/journal/1_2013/PDF/18.pdf

2. Hall-Stoodley L.; Costerton J.W.; Stoodley P.; Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2(2): 95–108. https://doi.org/10.1038/nrmicro821

3. Sultana М.; Nusrin S.N.; Hasan A.; Sadique A.; Ahmed K.; Islam A.; et al. Biofilms comprise a component of the annual cycle of Vibrio cholera in the Bay of Bengal estuary. mBio. 2018; 9(2): e00483-18. https://doi.org/10.1128/mbio.00483-18

4. Yildiz F.H.; Visick K.L. Vibrio biofilms: so much the same yet so different. Trends Microbiol. 2009; 17(3): 109–18. https://doi.org/10.1016/j.tim.2008.12.004

5. Srivastava D.; Waters C.M. A tangled web: regulatory connections between quorum sensing and cyclic di-GMP. J. Bacteriol. 2012; 194(17): 4485–93. https://doi.org/10.1128/jb.00379-12

6. Lo Scrudato M.; Blokesch M. The regulatory network of natural competence and transformation of Vibrio cholerae. PLoS Genet. 2012; 8(6): e1002778. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002778

7. Matz C.; Kjelleberg S. Off the hook — how bacteria survive protozoan grazing. Trends Microbiol. 2005; 13: 302–7. https://doi.org/10.1016/j.tim.2005.05.009

8. Куликалова Е.С.; Урбанович Л.Я.; Саппо С.Г.; Миронова Л.В.; Марков Е.Ю.; Мальник В.В. и др. Биопленка холерного вибриона: получение; характеристика и роль в резервации возбудителя в водной окружающей среде. Журнал микробиологии; эпидемиологии и иммунобиологии. 2015; 92(1): 3–11.

9. Meibom K.L.; Li X.B.; Nielsen A.T.; Wu C.Y.; Rosemanand S.; Schoolnik G.K. The Vibrio cholerae chitin utilization program. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(8): 2524–9. https://doi.org/10.1073/pnas.0308707101

10. Hunt D.E.; Gevers D.; Vahora N.M.; Polz M.F. Conservation of the chitin utilization pathway in the Vibrionaceae. Appl. Environ. Microbiol. 2008; 74(1): 44–51. https://doi.org/10.1128/aem.01412-07

11. Rinaudo M. Chitin and chitosan: properties and applications. Prog. Polym. 2006; 31(7): 603–32. https://doi.org/10.1016/j.progpolymsci.2006.06.001

12. Lutz C.; Erken M.; Noorian P.; Sun S.; McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio. Front. Microbiol. 2013; 4: 375. https://doi.org/10.3389/fmicb.2013.00375

13. Silva A.J.; Benitez J.A. Vibrio cholerae biofilms and сholera pathogenesis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(2): e0004330. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0004330

14. Lyon W.J. TaqMan PCR for detection of Vibrio cholerae O1; O139; non-O1; and non-O139 in pure cultures; raw oysters; and synthetic seawater. Appl. Environ. Microbiol. 2001; 67(10): 4685–93. https://doi.org/10.1128/aem.67.10.4685-4693.2001

15. Симонова И.Р.; Головин С.Н.; Титова С.В.; Половцева В.С.; Меньшикова Е.А.; Курбатова Е.М. Трансмиссионная электронная микроскопия биоплёнок vibriocholerae на хитине. В кн.: Холера и патогенные для человека вибрионы. Сборник статей проблемной комиссии (48.04) Координационного научного совета по санитарно-эпидемиологической охране территории Российской Федерации. Ростов-на-Дону; 2018: 69–73.

16. Shahkarami M. Vibrio cholerae biofilm development on natural and artificial chitin substrates: Diss. 2005. Available at: https://scholarworks.sjsu.edu/etd_theses/2839

17. Sun S.; Tay Q.X.M.; Kjelleberg S.; Rice S.A.; McDougald D. Quorum sensing-regulated chitin metabolism provides grazing resistance to Vibrio cholerae biofilms. ISME J. 2015; 9(8): 1812–20. https://doi.org/10.1038/ismej.2014.265

18. Nahar S.; Sultana M.; Naser M.N.; Nair G.B.; Watanabe H.; Ohnishi M.; et al. Role of shrimp chitin in the ecology of toxigenic Vibrio cholerae and cholera transmission. Front. Microbiol. 2011; 2: 260. https://doi.org/10.3389/fmicb.2011.00260

19. Pruzzo C.; Vezzulli L.; Colwell R.R. Global impact of Vibrio cholerae interactions with chitin. Environ. Microbiol. 2008; 10(6): 1400–10. https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2007.01559.x

Journal of microbiology, epidemiology and immunobiology. 2021; 98: 434-439

Evaluation of the ability of cholera vibrios to form a biofilm on the surface of the chitinous shell of a crayfish by real-time PCR

Menshikova E. A., Kurbatova E. M., Vodopyanov S. O., Pisanov R. V., Titova S. V.

https://doi.org/10.36233/0372-9311-99

Abstract

Introduction. Most of the bacteria exist in natural ecosystems not in the form of free floating cells; but in the form of biofilms attached to the substrate. One of the most ecologically important substrates is chitin. Vibrio cholerae; like most members of the Vibrionaceae family; has a chitinolytic complex and can degrade chitin. The ability of V. cholerae to form a biofilm on chitinous substrates can explain the mechanism of the formation of an ecological niche for the preservation and transfer of the pathogen to new regions with the likelihood of the formation of new foci of cholera.

Aim — to determine the ability of V. cholerae to form a biofilm on the chitinous shell of crayfish (Astacus astacus) by means of real-time PCR.

Materials and methods. A comparative analysis of the timing of biofilm formation by V. cholerae of different serogroups and toxigenicity was carried out.

Results. In the course of the study; it was found that cholera vibrios were shown to be capable of forming a biofilm regardless the serogroup and toxigenicity. However; toxigenic tcpA+ strains have a higher intensity of biofilm formation than nontoxigenic ones; in which the tcpA gene is absent.

References

1. Chernyavskii V.I. Bakterial'nye bioplenki i infektsii (lektsiya). Annali Mechnikovs'kogo Іnstitutu. 2013; (1): 86–90. Available at: http://www.imiamn.org.ua/journal/1_2013/PDF/18.pdf

2. Hall-Stoodley L.; Costerton J.W.; Stoodley P.; Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2(2): 95–108. https://doi.org/10.1038/nrmicro821

3. Sultana M.; Nusrin S.N.; Hasan A.; Sadique A.; Ahmed K.; Islam A.; et al. Biofilms comprise a component of the annual cycle of Vibrio cholera in the Bay of Bengal estuary. mBio. 2018; 9(2): e00483-18. https://doi.org/10.1128/mbio.00483-18

4. Yildiz F.H.; Visick K.L. Vibrio biofilms: so much the same yet so different. Trends Microbiol. 2009; 17(3): 109–18. https://doi.org/10.1016/j.tim.2008.12.004

5. Srivastava D.; Waters C.M. A tangled web: regulatory connections between quorum sensing and cyclic di-GMP. J. Bacteriol. 2012; 194(17): 4485–93. https://doi.org/10.1128/jb.00379-12

6. Lo Scrudato M.; Blokesch M. The regulatory network of natural competence and transformation of Vibrio cholerae. PLoS Genet. 2012; 8(6): e1002778. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002778

7. Matz C.; Kjelleberg S. Off the hook — how bacteria survive protozoan grazing. Trends Microbiol. 2005; 13: 302–7. https://doi.org/10.1016/j.tim.2005.05.009

8. Kulikalova E.S.; Urbanovich L.Ya.; Sappo S.G.; Mironova L.V.; Markov E.Yu.; Mal'nik V.V. i dr. Bioplenka kholernogo vibriona: poluchenie; kharakteristika i rol' v rezervatsii vozbuditelya v vodnoi okruzhayushchei srede. Zhurnal mikrobiologii; epidemiologii i immunobiologii. 2015; 92(1): 3–11.

9. Meibom K.L.; Li X.B.; Nielsen A.T.; Wu C.Y.; Rosemanand S.; Schoolnik G.K. The Vibrio cholerae chitin utilization program. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(8): 2524–9. https://doi.org/10.1073/pnas.0308707101

10. Hunt D.E.; Gevers D.; Vahora N.M.; Polz M.F. Conservation of the chitin utilization pathway in the Vibrionaceae. Appl. Environ. Microbiol. 2008; 74(1): 44–51. https://doi.org/10.1128/aem.01412-07

11. Rinaudo M. Chitin and chitosan: properties and applications. Prog. Polym. 2006; 31(7): 603–32. https://doi.org/10.1016/j.progpolymsci.2006.06.001

12. Lutz C.; Erken M.; Noorian P.; Sun S.; McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio. Front. Microbiol. 2013; 4: 375. https://doi.org/10.3389/fmicb.2013.00375

13. Silva A.J.; Benitez J.A. Vibrio cholerae biofilms and sholera pathogenesis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(2): e0004330. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0004330

14. Lyon W.J. TaqMan PCR for detection of Vibrio cholerae O1; O139; non-O1; and non-O139 in pure cultures; raw oysters; and synthetic seawater. Appl. Environ. Microbiol. 2001; 67(10): 4685–93. https://doi.org/10.1128/aem.67.10.4685-4693.2001

15. Simonova I.R.; Golovin S.N.; Titova S.V.; Polovtseva V.S.; Men'shikova E.A.; Kurbatova E.M. Transmissionnaya elektronnaya mikroskopiya bioplenok vibriocholerae na khitine. V kn.: Kholera i patogennye dlya cheloveka vibriony. Sbornik statei problemnoi komissii (48.04) Koordinatsionnogo nauchnogo soveta po sanitarno-epidemiologicheskoi okhrane territorii Rossiiskoi Federatsii. Rostov-na-Donu; 2018: 69–73.

16. Shahkarami M. Vibrio cholerae biofilm development on natural and artificial chitin substrates: Diss. 2005. Available at: https://scholarworks.sjsu.edu/etd_theses/2839

17. Sun S.; Tay Q.X.M.; Kjelleberg S.; Rice S.A.; McDougald D. Quorum sensing-regulated chitin metabolism provides grazing resistance to Vibrio cholerae biofilms. ISME J. 2015; 9(8): 1812–20. https://doi.org/10.1038/ismej.2014.265

18. Nahar S.; Sultana M.; Naser M.N.; Nair G.B.; Watanabe H.; Ohnishi M.; et al. Role of shrimp chitin in the ecology of toxigenic Vibrio cholerae and cholera transmission. Front. Microbiol. 2011; 2: 260. https://doi.org/10.3389/fmicb.2011.00260

19. Pruzzo C.; Vezzulli L.; Colwell R.R. Global impact of Vibrio cholerae interactions with chitin. Environ. Microbiol. 2008; 10(6): 1400–10. https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2007.01559.x